• Méthodologiques :

Manipuler des données chiffrées (réaliser des calculs de volume équivalent, de dilution, de pH…)
Suivre un protocole expérimental.
Tracer et interpréter une courbe de titrage.
Savoir calculer des dilutions.
Rédiger un compte rendu scientifique.

• Techniques :

Manipuler avec précision et en respectant les règles de sécurité du laboratoire.
Réaliser un dosage spectrophotométrique.
Réaliser une électrophorèse sur papier.
Réaliser une extraction et un dosage d’ADN.

Cette UE traite principalement de la structure et des propriétés physico-chimiques de deux grandes classes de molécules organiques, les protéines et les acides nucléiques. Elle débute avec des rappels de chimie, notamment sur le pH et les solutions tampons.

• Rappels de chimie :

Expression de la concentration (pondérale, molaire, force ionique, densité)
L’eau, le pH et les solutions tampon.

• Structure et propriétés des acides aminés et des protéines :

Les acides aminés, définition, ionisation, propriétés physico-chimiques.
La liaison peptidique.
Les protéines et leur structure tridimensionnelle
Rôles biologiques.
Techniques de séparation et de dosage.

• Structure des nucléotides et des acides nucléiques :

Les nucléotides, les coenzymes.
Structure de l’ADN et de l’ARN.
Rôles biologiques.
Techniques de séparation et de dosage.

• Travaux Pratiques (2 séances de 3 heures) :

A l'issu de cet enseignement, l'étudiant devra:

• Savoir choisir la stratégie de clonage appropriée à la production de protéines thérapeutiques
• Connaitre les techniques adaptées au génotypage en évaluant leurs avantages et leurs limites
• Connaître les outils de la thérapie génique
• Savoir mettre en œuvre un protocole expérimental (clonage moléculaire) depuis sa conception jusqu’à l’analyse critique et la validation des résultats
• Savoir tenir un cahier de laboratoire en respectant les règles des Bonnes Pratiques de Laboratoire
• Réaliser un compte-rendu synthétique, clair et précis de ses activités de laboratoire.

L'objectif de cet enseignement scientifique est de renforcer et approfondir les connaissances en immunologie, biochimie, biologie moléculaire et en génie génétique pour mieux appréhender les UE "Bioproduction en cellules eucaryotes" et "Diagnostic in vitro et biothérapies".

Contenu:

Immunologie:
- Cellules et organes du système immunitaire
- La réponse innée
- La réponse adaptative
- La mémooire immunitaire
- Les pathogènes 

Biochimie & Biologie moléculaire: 
- Biochimie:
- Nouvelles technologies de clonage (Gateway, Assemblage de GIBSON….)
- Production de protéines thérapeutiques en système eucaryote (localisation cellulaire, système d'induction, système de purification, système in vitro…)
- Outils de l'édition génomique (Nucléases à doigts de zinc, TALENS, CRISPR/Cas9….)
- Génotypage moléculaire (polymorphismes de l'ADN, techniques de visualisation …)
- Introduction aux NGS 

Un stage de 35h de TP permettra à l'étudiant d'appliquer les notions vu en cours concernant la production de protéines hétérologues et des nouvelles technologies de clonage : Clonage par Gateway dans un vecteur d’expression eucaryote pour une étude de promoteurs forts ou inductibles.

- Appréhender les propriétés fonctionnelles et structurales des macromolécules biologiques
- Utiliser les concepts et les techniques de la modélisation moléculaire, de la détermination des structures et de l’analyse des relations structure/fonction de biomolécules biologiques et des assemblages supramoléculaires
- Se servir de façon autonome des outils numériques avancés pour un ou plusieurs métiers ou secteurs de recherche du domaine

Objectifs pédagogiques :

Aborder d’une manière pratique la structure des macromolécules (avec un focus particulier sur la structure des protéines) au travers du prisme de la bioinformatique.
Les différentes représentations graphiques 3D des macromolécules seront présentées (représentations, logiciels les plus utilisés).
Les points suivant seront mis en avant :
- montrer l'intérêt de la mécanique moléculaire vis-à-vis de la mécanique quantique
- construire un modèle 3D d’une protéine à partir de sa séquence primaire (modélisation moléculaire)
- optimiser une structure via l’énergétique moléculaire (minimisation, dynamique moléculaire)
- utiliser les outils permettant de comparer une structure à d’autres protéines
- rechercher et analyser les interactions avec d’autres molécules (drug design) 
- modifier la fonction d’une protéine.au travers du protein design

Les notions abordées seront approfondies lors de mises en situation réelle lors des travaux pratiques sur ordinateurs (utilisation des logiciels professionnels ChimeraX, YASARA et MOE, utilisation de la réalité virtuelle afin de permettre une meilleure perception des volumes, de la profondeur, de la 3D des structures protéiques). 

Thèmes abordés :

-               Banque de données structurales (contenu, interrogation)
-               Représentation et visualisation de la structure des macromolécules
-               Modélisation moléculaire
-               Energétique moléculaire (champ de force, minimisation, dynamique moléculaire, énergie libre)
-               Drug design
-               Protein design

• Maîtriser les notions théoriques et appliquées à la culture de cellules eucaryotes animales
• Savoir choisir une stratégie de production de protéines thérapeutiques
• Connaître les techniques adaptées à la purification et à la caractérisation de protéines recombinantes

• Savoir mettre en oeuvre un protocole expérimental
• Savoir utiliser les cellules eucaryotes comme support d'expérimentation et de production
• Savoir mettre en oeuvre un protocole expérimental de production
• Réaliser un compte-rendu synthétique, clair et précis de ses activités de laboratoire
• Savoir tenir un cahier de laboratoire en respectant les règles de Bonnes Pratiques de Laboratoire

• Etapes de la production d'une protéine recombinante
• Systèmes de production
• Plasmides
• Méthodes de transfection et efficacité

• Procédés de stérilisation in situ des bioréacteurs
• Plans d'expérimentation
• Caractéristiques des capteurs nécessaires au suivi de la production en bioréacteur
• Etapes des bioproductions

• Les produits biopharmaceutiques - Cycle de vie du médicament
• L'ultrafiltration
• Principe de la vaccination
• Démarche qualité de la R&D à la production
• Exemple de production de fragments F(ab')2
  
• ...
  

- Maîtriser les approches biophysiques pour l’étude des biomolécules

- Appréhender, de manière intégrée, les propriétés fonctionnelles et structurales des macromolécules biologiques

Objectifs pédagogiques :

Permettre aux étudiants de maîtriser les trois principales méthodes expérimentales de détermination de structures de macromolécules biologiques à l’échelle atomique : la cristallographie aux rayons X,  la résonance magnétique nucléaire et la cryo-microscopie électronique à transmission. Application à l’étude des relations structure/fonction.

Thèmes abordés

- Cristallographie aux rayons X : cristallogenèse, vitrification des cristaux, générateur de rayons X, enregistrement et traitement des données de diffraction, techniques de phasage (MR, MIR, MAD, SAD) et calcul de cartes de densité électronique, construction, affinement et analyse de structures cristallines

- RMN : Bases théoriques et techniques, spécificités de la détermination structurale en solution, enregistrement de spectres RMN, spectres 2D et 3D, dynamique, attribution et détermination structurale. Etudes des interactions protéine-ligand, criblage par RMN, docking et drug-design couplé à la RMN, Metabolomics.

- CryoEM : préparation de grilles, vitrification, cryo-microscope, principes de formation d’image, projections, reconstruction 3D à partir d’images 2D, estimation de la résolution, interprétation de cartes cryo-EM, construction et affinement de modèles atomiques

- Appréhender, de manière intégrée, les propriétés fonctionnelles et structurales des macromolécules biologiques (réseaux d’interactions, systèmes complexes, omiques)

Etude des systèmes complexes :

- Approches intégratives et multi-omiques (transcriptomiques, protéomiques, interactomiques)
- Construction d’interactomes (réseaux d’interactions)
- Méthodes d’étude des interactions haut débit (TAP-MS, Protein Complementation Assay...)
- Prédictions des interactions (in silico)
- Bases de données d’interactions, curation, vocabulaire contrôlé, ontologies
- Contextualisation des réseaux d’interactions (intégration de données)
- Analyses bioinformatiques de données -omiques : Gene Ontology, pathways (Reactome) et analyses d’enrichissement
- Analyses topologique, structurale et fonctionnelle des réseaux d’interactions
- Apport de la métabolomique à la biologie des systèmes (Principes analytiques et cross-validation, utilisation des bases de données, approches statistiques et bioinformatiques, intégration aux autres données omiques

Avoir de solides connaissances en biochimie des protéines, acides-aminés.

Base de données des protéines (UNIPROT)

Utilisation d’outils bio-informatiques

Langage de programmation R ou Python

Utilisation d’un pipeline d’analyse de données Protéomique

Maîtrise des méthodes statistiques d’analyse bioinformatique

Programmation R et Python

Travail en binôme

Le programme de cette UE concerne les bases théoriques, les méthodes, et les outils bioinformatiques mis en œuvre pour la détection et l’identification de l’ensemble des protéines exprimées par un organisme vivant. Après avoir posé les aspects théoriques des méthodes séparatives et de la spectrométrie de masse, les différentes stratégies d’analyse protéomique (bottom-up, top-down) seront présentées. Un accent particulier sera mis sur l’approche Shotgun Proteomics largement utilisée en Protéomique et illustrée par de nombreuses applications académiques et industrielles. Les différentes méthodes de quantification (relatives ou absolues) seront illustrées dans le cadre d’approches différentielles. Une analyse des données de spectrométrie de masse haute résolution en Shotgun Proteomics sera réalisée à l’aide de logiciels open-source largement utilisés par la communauté.

L’enseignement des outils bio-informatiques de cet UE repose sur l’introduction aux méthodes statistiques de traitement des données en Protéomique quantitative. Les principes d’analyses uni ou multivariées seront vus en cours et illustrés par les descriptions d’algorithmes modernes. Par la suite, une présentation des standards bio-informatiques pour l’annotation des fonctions des protéines et la représentation des interactions protéine-protéine sera effectuée. Des travaux pratiques seront conduits, sur des notebooks Python, pour 1°/ appliquer les méthodes statistiques vues en cours en les implémentant à des fins d’analyses de données issues de publications de Protéomique, 2°/ construire et analyser in silico des réseaux d’interactions protéines-protéines.

- Appréhender, de manière intégrée, les propriétés fonctionnelles et structurales des macromolécules biologiques

- Conduire un projet (conception, pilotage, coordination d’équipe, mise en œuvre et gestion, évaluation, diffusion) pouvant mobiliser des compétences pluridisciplinaires dans un cadre collaboratif

Objectifs pédagogiques :

Permettre à des groupes d’étudiants de mener en autonomie des projets adossés à des équipes de recherche afin de développer leur compétences en terme de :

- travail en équipe

- étude bibliographique

- expérimentation

- interprétation et présentation de résultats

Thèmes abordés :

Chaque groupe d’étudiants se verra proposer un sujet de recherche original issu d’un des laboratoires de recherche auxquels s’adosse la formation. De manière générale, ces sujets aborderons des thématiques ayant trait à :

- la biologie moléculaire

- la biophysique

- la biologie cellulaire

- la biologie structurale

- l’enzymologie

- Maîtriser les approches biophysiques pour l’étude des biomolécules

Objectifs pédagogiques :

Déterminer les propriétés et caractéristiques physico-chimiques des macromolécules biologiques par le biais de méthodes hydrodynamiques et optiques.

Thèmes abordés

Méthodes hydrodynamiques :
- Propriétés et thermodynamique des solutions de macromolécules biologiques : potentiel chimique, électrochimique et osmose
- principes de diffusion, loi de Fick, effet Donnan, déplacement de Stokes, sédimentation, rayon hydrodynamique.

Méthodes optiques :
- interactions lumière-matière, spectroscopie et microscopie à fluorescence, diffusion de la lumière dynamique et à petits angles (DLS, SAXS)

Afin d'aborder au mieux l'UE, il est nécessaire d'avoir suivi des enseignements d'enzymologie portant sur les aspects suivants:
Cinétique chimique et ordres de réaction; cinétique enzymatique à un substrat, mécanisme d'inhibition, cinétique à deux substrats, détermination des constantes de dissociation entre proteines et ligands.

Ces enseignements correspondent aux UE Enzymologie 1 et Enzymologie 2 de la licence science de la vie parcours biochimie.

- Maîtriser les concepts théoriques et expérimentaux de la catalyse et de la cinétique enzymatiques dans un contexte fondamental et appliqué

Objectifs pédagogiques :

L’objectif est de permettre aux étudiants d’aborder les problèmes liés à l’enzymologie non-Michaelienne à travers la description des mécanismes de coopérativité (Allostérie) et du comportement cinétique des enzymes immobilisées ou confinées à des interfaces (Enzymes membranaires)

Thèmes abordés

Enzymologie Homogène : Voies majeures de régulation de l’activité enzymatique :
- mécanismes de régulation
- coopérativité et enzymes allostériques
- développement de modèles expliquant la coopérativité
- effets du pH sur l’activité enzymatique
- mécanismes réactionnels enzymatiques

Enzymologie Hétérogène :
- biocatalyse hétérogène
- effets de la diffusion sur la cinétique enzymatique et sur les propriétés apparentes des enzymes
- catalyse hétérogène par les enzymes interfaciales

Maîtrise des concepts expérimentaux de la catalyse et de la cinétique enzymatiques dans un contexte appliqué
Maîtrise de diverses approches d'ingénierie moléculaire et notamment de la production de protéine recombinante

Objectifs pédagogiques :

TP intégré se déroulant sur 2 semaines et utilisant les compétences présentées dans les UEs du semestre 1 (de l’ingénierie à l’analyse moléculaire, enzymologie avancée et biophysique) et complété par un TP d’allostérie (enzymologie avancée)

Thèmes abordés :

- production d’une protéine (oxydase) recombinante (native ou comportant des mutations ponctuelles)
- analyse de l’effet de mutations
- contrôle de l’intégrité de la protéine produite
- étude de son activité sous forme immobilisée 

Techniques mises en œuvre :

- spectrophotométrie
- biologie moléculaire
- génie génétique
- chromatographie d’affinité
- fluorescence
- oxygraphie
- outils de simulation/modélisation

Maîtrise des concepts expérimentaux de la catalyse et de la cinétique enzymatiques dans un contexte appliqué
Maîtrise de diverses approches d'ingénierie moléculaire et notamment de la production de protéine recombinante

Objectifs pédagogiques :

TP intégré se déroulant sur 2 semaines et utilisant les compétences présentées dans les UEs du semestre 1 (de l’ingénierie à l’analyse moléculaire, enzymologie avancée et biophysique), complété par un TP de biocatalyse hétérogène (enzymologie avancée)

Thèmes abordés 

Etude de différentes enzymes du métabolisme par des approches d’enzymologie (allostérie), de biophysique, de bio-informatique, de clonage et de vérification d’activité enzymatique in vivo et in vitro. Etude d’une enzyme immobilisée (biocatalyse hétérogène).

Techniques mises en œuvre (lorsqu’il y a des travaux pratiques)

- spectrophotométrie, biologie moléculaire
- génie génétique
- chromatographie d’affinité
- fluorescence, oxygraphie
- outils de simulation/modélisation

• Processus d’apprentissage et biais cognitifs
  
  
• Comment (bien) communiquer ?
  Enjeux de la communication: déconstruire les fake news, communiquer les résultats scientifqiues, faire entendre une cause. motiver des donateurs
  Cibles: communication aux pairs, au grand public, aux donateurs, aux médias de masse
  Communication en situation de crise sanitaire: profusion, richesse et dérives

• Identifier, sélectionner et analyser avec esprit critique diverses ressources spécialisées pour documenter un sujet et synthétiser ces données en vue de leur exploitation
• Conduire un projet (conception, pilotage, coordination d’équipe, mise en œuvre et gestion, diffusion) pouvant mobiliser des compétences pluridisciplinaires dans un cadre collaboratif
• Appréhender, de manière intégrée in cellulo et in vivo, les propriétés fonctionnelles des macromolécules biologiques

• 1,5 h de cours introductif sur notamment les différentes techniques de séparation
• 1 séance pratique de 4h composée de 3 mini-TP sur la préparation d'une solution tampon et d'une gamme étalon et d'un dosage (utilisation de la pipette automatique, de la balance de pesée, du pH-mètre et du spectrophotomètre)
• 4,5 h de travaux dirigés axés sur la rédaction d'un compte-rendu de TP (en classe inversée), et sur la présentation de résultats, la comparaison de séries de mesures et validation de méthodes d’analyse et de dosage.
• 5 séances pratiques de 4 h portant sur la séparation, l'identification et le dosage des biomolécules, ainsi que la mise en évidence de certaines de leurs propriétés physico-chimiques.

COURS

• La structure des enzymes : notion de site actif, de groupements fonctionnels et mécanismes réactionnels
• Notions de spécificité
• Classification des enzymes Enzyme Commission number (code EC)
• Bases de cinétique chimique. Notion d'ordre de réaction (0 et 1).
• Cinétique des réactions enzymatiques à 1 substrat. Détermination de la vitesse de réaction, notion de vitesse initiale; équations réactionnelles (dans l'hypothèse de l'équilbre rapide et dans l'hypothèse de l'état stationnaire) : représentations graphiques (Michaélis et Menten ; Lineweaver et Burk.... ), détermination de KM , VM , kcat et activité spécifique) ; influence de la température et du pH. Notion d'inhibitions simples réversibles (Compétitive, Non Compétitive, Incompétitive), effet de l'inhibiteur sur les paramètres cinétiques apparents. Définition et détermination de K_I et de l'IC₅₀.
• Analyses enzymatiques - dosages de métabolites : méthode cinétique et méthode en point final - dosages d'activités enzymatiques
• Purification d'enzymes 

TRAVAUX DIRIGES

Exercices d’illustrations du cours : calculs de constantes, représentations graphiques, détermination des types d’inhibitions
Analyses de techniques et de résultats de dosages enzymatiques.

Purification d'enzymes: calculs des activités spécifiques, taux purification, rendements.

TRAVAUX PRATIQUES

• Etude de l'influence de la concentration de substrat et de la concentration d'enzyme et de la présence d’effecteur sur la vitesse de réaction: détermination par représentation graphique linéaire des paramètres cinétiques

Compétences  :

A l’issue de cette UE l’étudiant aura acquis le vocabulaire spécifique à l’enzymologie, il aura perçu le rôle incontournable des enzymes dans tous les êtres vivants mais aussi dans les très nombreux procédés industriels. L’étudiant aura assimilé un mode d’études de ces molécules, applicable dans les UE des semestres suivants avec des situations et des modèles théoriques plus complexes.

Par les notions de classification et les techniques de dosage introduites dans cette UE de base, l’étudiant pourra dans les UE des semestres suivants de biochimie comprendre l’utilisation des enzymes dans un but préparatif ou analytique.

Objectifs pédagogiques 

Introduction aux nanosciences et aux nanobiotechnologies : leurs objectifs, les nano-objets, les approches top-down et bottom-up.

Thèmes abordés

- Puces à protéines, puces à sucres et à glycophages, puces à cellules (tri des cellules par déplacement dans un champ électrique ou magnétique, microtrieur de cellules), laboratoires sur puce incluant les dispositifs microfluidiques à centrifugation. Sont abordés dans cette partie les supports plans et non plans des puces, les modes d'immobilisation et les dépôts sur les puces, les types de spotter et la nanolithographie, les systèmes de détection, l'augmentation de la sensibilité de la détection par fluorescence (quantum dots, RCA, guide d'onde), des exemples d'applications des puces en protéomique et glycomique, pour les pathologies infectieuses et les cancers et des applications analytiques

- Le séquençage par nanopores

- Puces à organes (mono- et multi-organes), mises à l'échelle des organes, applications et modèles pathologiques sur puces tels que les tumeurs, les infections intestinales, les oedèmes pulmonaires et les tests de médicaments

- La bionique : oeil bionique, implants cochléaires, pancréas bionique

- Les synapses artificielles

 Biopiles enzymatiques: assemblages aux interfaces electroniques

Nanoparticules lipidiques et vectorisation

Modalités pédagogiques

L’UE se fait principalement sous forme de cours de type conférence.

Une visite (virtuelle ou présentielle) du campus d'innovation en micro et nanotechnologies Minatec (https://www.minatec.org) devrait être proposée.

Connaissance des biomolécules (glucides, lipides, peptides...) comme enseigné dans les UE de L1 "Biochimie des glucides et des lipides" (Biomolécules A) et "Biochimie des protéines et des acides nucléiques" (Biomolécules B).

OBJECTIF : Fournir les bases fondamentales de bioénergétique et aborder l’étude des grandes voies métaboliques qui permettent aux êtres vivants d’acquérir et d’utiliser l’énergie.

COURS :
A- Définitions et vocabulaire : anabolisme, aérobie, autotrophie, oxydoréduction…

B- Bioénergétique: Le rôle de l’ATP et des molécules à haut potentiel énergétique, balance énergétique, la chaîne respiratoire et les phosphorylations. Réactions couplées, réversibles, irréversibles. Variation d’énergie libre des réactions du vivant. La chaine respiratoire et la phosphorylation oxydative.

C- Métabolisme:

• Catabolisme et anabolisme des hexoses: La glycolyse et l’entrée dans le métabolisme des principaux hexoses. Le carrefour métabolique du pyruvate. Le cycle de Krebs (tricarboxylique). Les navettes de transport du pouvoir réducteur. Bilans énergétiques. La néoglucogènèse et la glycogenèse.
• Métabolisme des lipides: dégradation d’un acylglycérol : devenir du glycérol et bêta-oxydation de l’acide gras. Biosynthèse d’un acide gras saturé
• Métabolisme de certains acides aminés, réactions de transamination et désamination.
• Intégration du métabolisme: relations entre les métabolismes étudiés et la compartimentation cellulaire.

D- Applications du Métabolisme: Exemples de biosynthèses industrielles. Applications du métabolisme en physiologie animale (diabète, obésité, adaptation au stress...)

TRAVAUX DIRIGES Exercices illustrant le cours
Détermination du sens des réactions. Bilans énergétiques du catabolisme des molécules étudiées
Exemples d’utilisation de molécules marquées pour l’études des voies métaboliques

Cette UE est organisée sous forme de séminaires (8 en moyenne) organisés spécifiquement pour le master et donnés par des intervenants provenant du monde académique et d’entreprises privées.

Cette unité d’enseignement a pour but de regrouper et de développer un certain nombre de notions théoriques et pratiques complémentaires de celles dispensées dans les autres unités d’enseignement.

Principaux points développés :

COURS : -Techniques séparatives Fractionnement cellulaire. Préparation d’organites cellulaires et subcellulaires, application aux cellules procaryotes et eucaryotes. Caractérisation par différents enzymes marqueurs et définition d’un certain nombre de paramètres (activité enzymatique, activité spécifique, facteur de purification).

Techniques électrophorètiques, électrophorèse en milieu natif et dénaturant. Electrofocalisation préparative et analytique. Electrophorèse bidimensionnelle. Immunoélectrophorése. Electrophorèse en champ pulsé. Electrophorèse capillaire. Isotachophorèse.

Techniques chromatographiques : méthodes chromatographiques, adsorption, partage, affinité, échange d’ions, perméation sur gel, chromatographie supercritique. Principe de séparation et techniques mises en œuvre. Applications biochimiques, pharmaceutiques et agroalimentaires.

Radiomarquage : utilisation des radioéléments en biochimie, principaux isotopes utilisés, technique de comptage et de détection de la radioactivité. Il est également développé quelques notions de radioprotection.

Techniques immunochimiques (Elisa, RIA, western blot).

TRAVAUX DIRIGES : Exercices et problèmes portant sur l’ensemble des thèmes développés dans le cadre des cours magistraux.

TRAVAUX PRATIQUES : Purification et mise en évidence du lysozyme. Electrophorèse de protéines sur gel de polyacrylamide.

• 1. Introduction (classification des virus, cycle viral, structure des virus)
• 2. Les pathologies infectieuses dans le monde.
• 3. Applications sur des pathogènes majeurs présents en France (Virus de l'Immunodéficience Humaine et antirétroviraux ; Virus de la grippe, vaccination et inhibiteurs de la neuraminidase).

• 1. Diversité et adaptabilité.
• 2. Relation hôtes/bactéries
• 3.La virulence, le pouvoir pathogène, les facteurs de virulence, contrôle de la virulence.
• 4. Exemples de bactéries d'intérêt médical.

Objectifs pédagogiques :

La mortalité cardiovasculaire, qui représente la principale cause de mortalité dans le monde selon l’OMS, résulte d’un ensemble de perturbations métaboliques regroupées dans l’expression « syndrome métabolique ». Les objectifs de cette UE sont de faire l’état des lieux sur les principales dérégulations métaboliques impliquées et leur impact au niveau vasculaire.

Thèmes abordés

Les maladies impliquées sont particulièrement le diabète de type 2, la stéatose hépatique non alcoolique et l’obésité et les dérégulations métaboliques concernent notamment la glucotoxicité, la lipotoxicité, l’hypercholestérolémie, ainsi que leur impact au niveau cardiovasculaire.

Les méthodes d’étude utilisées pour suivre les perturbations du métabolisme énergétique ex vivo et in vivo (mesures d’activités enzymatiques, métabolomique, imagerie par tomographie d’émission de positons) seront décrites.

Les traitements ciblant le métabolisme énergétique seront abordés à travers la caractérisation, la conception et/ou le développement d’inhibiteurs des voies du métabolisme énergétique. Cette dernière partie sera en lien notamment avec l’UE « Conception et criblage de molécules bioactives »

Introduction au processus de R&D ; familiarisation avec les méthodes de docking et optimisation in silico

Thèmes abordés :            

Les phases de la recherche translationnelle et le principe des essais cliniques ; les méthodes de criblage à haut débit in silico et in vitro ; les méthodes de criblage phénotypique (High Content Screening) et fragment screening ; les méthodes pour le ciblage et la biodisponibilité ; contrôle qualité ; études ADMET ; principes de pharmacodynamique et pharmacocinétique.

Les modèles animaux et la validation d’une cible thérapeutique.

Exemples de molécules bioactives : les anticorps thérapeutiques, les morpholinos ; les peptides et les banques peptidiques.

Techniques mises en œuvre sous forme de TP

• Utilisation de la Réalité Virtuelle afin de mieux appréhender les différentes interactions protéines/ligands

• Modélisation et amarrage moléculaire (utilisation de logiciels professionnels de PredTox…)

Objectifs pédagogiques :

Se représenter les fondements du management de la qualité d’un système d’organisation.

Identifier les points clés d’une démarche qualité et savoir mesurer sa performance par les tableaux de bord et indicateurs.

Déterminer les équipements de mesure et de surveillance critiques pour la métrologie

Traduire les exigences réglementaires des BPF dans les activités de qualification (QI, QO, QP) et validation de méthodes pour les productions pharmaceutiques.

Reconnaitre les enjeux de la RSE et dégager les ODD majeurs de l’agenda 2030 de l’entreprise.

Appréhender le référentiel des BPL et connaitre les responsabilités du directeur des études.

Thèmes abordés

- Concepts qualité et approche en R&D dans les entreprises de Biotechnologies

- Système de Management qualité et performance

- Référentiels ISO 9001

- Métrologie

- Qualification matériels (QI, QO, QP). Validation des méthodes

- Développement durable et RSE / ISO 26000, HSE ISO 14001 ISO 45001

- Bonnes Pratiques de Laboratoire (essais de toxicité non-cliniques)

Modalités pédagogiques (cours, projets, présentations de publications….)

L'objectid de cette UE ets de présenter les différents aspects de la biologie de synthèse, les outils informatiques et biologiques nécessaires respectivement à la conception et la construction de dispositifs biologiques synthétiques, les différentes étapes de leur construction puis leurs applications dans le domaine de la santé, de l'agro-alimentaire, de l'environnement et de l'énergie.

Thèmes abordés

- Définition et buts

- Biosûreté, biosécurité, double usage de la recherche, enjeux sociétaux

- Les biobriques : définition,  construction, méthodes d’assemblage

- Les châssis : bactéries, levures

- Les outils : choix des éléments, surcharge de l’hôte), vitesse d’initiation de la traduction d’une séquence, force des promoteurs, riborégulateurs, TIGRs, scaffolds, microcompatimentation, réactions enzymatiques couplées et flux métaboliques, 

- Exemples de systèmes synthétiques  synthèse d’anti-paludéen,, microbes thérapeutiques

- Génômes artificiels, évolution chimique des génômes, la xénobiologie

- Les répressilateurs 

- Aspects prédictifs à la biologie de synthèse : problématiques (allocation des ressources, équilibres homéostatiques…), modélisation métabolique (reconstruction du métabolisme à l’échelle du génome, principe de la stationnarité) et approches bioinformatiques (analyse de la balance des flux, incorporation des données génétiques).

Objectifs pédagogiques :

Présenter les concepts scientifiques qui sous-tendent l’utilisation des enzymes dans le secteur des biotechnologies, les problèmes pratiques posés et les solutions proposées pour les résoudre.

Thèmes abordés

-                Utilisation biotechnologique des enzymes pour la santé, l’environnement, l’agroalimentaire, …

-                Méthodes et techniques biochimiques et biologiques mises en œuvre à l’échelle industrielle

-                Bioanalyse (biomarqueurs, dosages enzymatiques, dispositifs pour le diagnostic in vitro, application de la spectrométrie de masse à la quantification, la validation de méthodes et au contrôle qualité, Activity-Based Protein Profiling)

Modalités pédagogiques

Cours, présentations de publications

Projet : activités dirigées, travail en autonomie, mises en situation, restitution

Stage de 24 semaines (janvier à juin) réalisé à temps plein dans un laboratoire de recherche académique français ou étranger sur une thématique liée aux enseignements du master parcours Biochimie Structurale et fonctionnelle. Le stage permet aux étudiants de mettre en pratique et de compléter leurs acquis et compétences en réalisant un projet concret défini par la structure d'accueil et en accord avec les responsables de l’UE.

Le stage aboutit à la rédaction d’un mémoire et à une soutenance orale devant un jury.

Thèmes abordés

Les différentes approches de biologie structurale intégrées seront abordées à travers des exemples d’études structure-fonction-dynamique  de systèmes biologiques tels que des complexes membranaires impliquées dans la biogenèse des protéines membranaires (système SRP et translocon) et dans le pore nucléaire, des complexes protéines acides-nucléiques tels que les ribosomes et p53, les virus, les protéines intrinsèquement non structurées intracellulaires ou péricellulaires (facteurs de transcriptions, proteoglycans, …)

Les principales techniques qui seraient présentées sont les suivantes :

- Cristallographie aux rayons X : complément du cours de l’UE M1 Biologie structurale. 

La cristallographie aux rayons X pour l’étude des protéines membranaires et des complexes macromoléculaires : enjeux et méthodes spécifiques.

La cristallographie cinétique et le couplage cristallographie cinétique/spectroscopie optique in cristallo pour étudier et comprendre la synergie structure-dynamique-fonction des protéines

La cristallographie aux rayons X et la CryoEM : atout de combiner ces 2 approches pour décrypter les mécanismes moléculaires et atomiques de systèmes biologiques complexes

- RMN : complément du cours de l’UE M1 Biologie structurale. Approfondissement des étude des interactions protéine-ligand et de leur aspect dynamique, notion de système en échange, étude de complexes via l’étude du ligand ou celle du récepteur. RMN du solide et applications à l’étude de protéines membranaires. Applications au drug-design.

- Techniques à molécule unique (single molecule studies) : rappel sur les forces intermoléculaires et sur les interactions lumière-matière ; quelques outils pour des approches à molécule unique : microscopie à force atomique (AFM) et nanoscopie (microscopie à très haute résolution) ; rôle de l’approche à molécule unique entre le niveau atomique et cellulaire.

- Cryo-EM : rôle intégratif de la cryo-EM qui permet aussi bien d’observer les macromolécules biologiques isolées à haute résolution par SPA (“Single Particle Analysis”) que dans leur contexte cellulaire par cryo-tomographie électronique  et microscopie corrélative.

Techniques mises en œuvre

Les travaux pratiques consisteront 1/ d’une part en préparation et présentation sous la forme de petites communications orales et/ou posters d’un symposium dédiés aux thématiques de l’UE et 2/ d’autre part à la visite de l’ESRF de Grenoble, qui intègre à la fois des lignes de lumières utilisées pour les études par diffractions X et des cryo-microscopes électronique de dernière génération..

Cette UE est constituée uniquement de séminaires d’intervenants extérieurs, pour la plupart du secteur privé qui évoquent la conception, la mise en place et la commercialisation de tests diagnostics. Cette UE est transversale en ce qu’elle a une base de biochimie faisant appel aux techniques enseignées dans les autres UE de licence et de Master et intègre aussi des enseignements de stratégie industrielle (logique de création du produit, propriété industrielle, aspects commerciaux et législatifs).  

Thèmes abordés
STRATÉGIE INDUSTRIELLE
Logique de création du produit – outils et méthodes d'évaluation d'un projet de nouveau produit : issu de la recherche fondamentale ou à partir de produits existants ; validation par rapport aux produits concurrentiels
Propriété intellectuelle et protection industrielle : le brevet
Passage de l'échelle du laboratoire à l'échelle industrielle
Contraintes techniques et technologiques
Contraintes économiques
Différentes phases de développement et de mise sur le marché des réactifs de diagnostic (association réactif-instrument)
Aspects législatifs : AMM (France), marquage CE, FDA (USA), Asie
Aspects commerciaux : taille du marché, positionnement, prix, distribution

DIAGNOSTIC MOLÉCULAIRE
Génomique
PCR en temps réel, protéomique, miniaturisation
Biopuces, lab-on-chips
Application au dépistage de maladies génétiques (myopathies, mucoviscidose, thalassémies...)
Technique NASBA et applications
Identification phénotypique (type galeries API)
Diagnostic moléculaire (bactéries difficilement cultivables, levures...)
Techniques (qualitatives et quantitatives : ELISA, Western-blots miniaturisés, immunochromatographie...)
Doctor's tests (HIV, Covid-19, etc)
Glucose/diabète-électrochimie/colorimétrie
Hormonologie (ex : test ovulation/grossesse)
Dépistage ESB
Produits alimentaires et environnement
Bioanalyse et police scientifique (Empreintes génétiques, Dopage, Dépistage alcool, Stupéfiants

TECHNOLOGIES EMERGENTES / START-UP
Microsystèmes
Exemple de création d'entreprises

Objectifs pédagogiques : Cette unité d’enseignement optionnelle constitue un complément de l’UE Métabolisme énergétique, dérégulation et traitement. Elle a comme objectif d’aborder de façon conceptuelle et méthodologiques les problématiques de la régulation des flux métaboliques dans un cadre de type « multi-échelle » (Organisme, tissus, cellule, organelle). Les dérégulations physiologiques associées aux développement tumoral seront pris en exemple d’illustration de ces concepts.

En dehors des nouvelles connaissances acquises, cette UE permettra d’autre part l’acquisition de nouvelles compétences. L’étudiant-e devra ainsi acquérir des savoir-faire lui permettant d’interpréter au mieux des données expérimentales issues de l’analyse des flux métaboliques.  Elle-il aura aussi à comprendre et à utiliser des méthodes analytiques associées à l’étude des massifs isotopiques issus des techniques de spectrométrie de masse.

Thèmes abordés :

Dialogue métabolique à l’échelle des organes et du tissu. Importance des rythmes circadiens

Les symbioses métaboliques tissulaires

Le contrôle des pools et des échanges métaboliques à l’échelle de la cellule. Exemple de dérégulations dans la cellule cancéreuse.

Dérégulation d’une symbiose métabolique : le développement d’une tumeur

Concepts et principes de l’analyse fluxomique. Apport de la spectrométrie de masse et comparaison à la RMN.

Les sensors métaboliques et les approches in situ

Techniques mises en œuvre (lorsqu’il y a des travaux pratiques) :

La séance de travaux pratiques s’effectuera en immersion au sein de l’Institut des Sciences Analytiques de Villeurbanne. Les techniques de chromatographies ioniques et gazeuses couplées à la spectrométrie de masse en tandem seront abordées. Les technologies d’analyses élémentaires couplées à la spectrométrie de masse des ratios isotopiques seront également utilisées.

Modalités pédagogiques (cours, projets, présentations de publications….) :

Objectifs pédagogiques :

Présenter les applications médicales, les biomatériaux, les cellules et les bioprocédés utilisés dans le cadre des biotechnologies présentes et futures développées pour l’ingénierie tissulaire.

Thèmes abordés

Les principales applications biomédicales seront présentées : ingénierie ostéoarticulaire et dentaire, vasculaire et reconstruction de la peau. Les biomatériaux utilisés seront présentés (métaux, polymères, céramiques phosphocalciques, ciments ioniques) ainsi que leurs propriétés (biomécanique, biocompatibilité, bioactivité). Les biomatériaux à délivrance contrôlée de principes actifs ainsi que les biomatériaux hybrides seront présentés à l’aide d’exemples choisis. Dans le cas des biomatériaux hybrides, les origines tissulaires, les propriétés et les applications des cellules souches mésenchymateuses seront présentées. Enfin, les bioprocédés mis en place pour produire ces biomatériaux seront évoqués.

Techniques mises en œuvre (lorsqu’il y a des travaux pratiques)

Les étudiants visiteront la plateforme 3DFab où sont développées des méthodes de bioimpression 3D pour l’ingénierie tissulaire

Modalités pédagogiques

Les enseignements se feront à partir de cours magistraux et d’analyses d’articles en TD.

Objectifs pédagogiques :

Réflexion et approfondissement du projet professionnel personnel de chaque étudiant.

Base des relations interpersonnelles dans tous les secteurs d’activité

- utiliser le meilleur de son savoir-être

- être un interlocuteur de qualité en milieu professionnel

- comment se faire bien remarquer en milieu professionnel

- se donner les moyens de réaliser son projet professionnel

Connaissance de soi et dynamisation personnelle

Mécanismes du comportement humain et modes de fonctionnement, auto-diagnostic, optimisation de son savoir-être, organisation personnelle

Communication interpersonnelle et relations professionnelles

Identifier son style de communication, apprendre les techniques de communication, savoir gérer les situations, maîtriser les techniques de communication écrites et téléphoniques

Communication publique

L’exposé en public, la prise de parole en groupe, les techniques de présentation imposée et d’improvisation en vidéo-enregistrement

Modalités pédagogiques

Ateliers en groupe restreint sur le projet personnel, le savoir-être professionnel. Rappels sur le CV, la recherche de stage/d’emploi, et l’utilisation des réseaux professionnels.

Intervention de professionnels travaillant en cabinet de conseil ou de placement : postes, fonctions, et responsabilités exercés, conseils personnalisés aux futurs nouveaux diplômés.

stage en alternance ou stage de 24 semaines (janvier à juin) à temps plein en France ou à l'étranger réalisé préférentiellement en entreprise ou sur une plateforme, publique ou privée sur une thématique liée aux enseignements du master parcours Ingénierie Biochimique et Biotechnologies. Le stage permet aux étudiants de mettre en pratique et de compléter leurs acquis et compétences en réalisant un projet concret défini par la structure d'accueil et en accord avec les responsables de l’UE.

Le stage aboutit à la rédaction d’un mémoire et à une soutenance orale devant un jury.

• Méthodologiques :

Manipuler des données chiffrées (réaliser des calculs de volume équivalent, de dilution, de pH…)
Suivre un protocole expérimental.
Tracer et interpréter une courbe de titrage.
Savoir calculer des dilutions.
Rédiger un compte rendu scientifique.

• Techniques :

Manipuler avec précision et en respectant les règles de sécurité du laboratoire.
Réaliser un dosage spectrophotométrique.
Réaliser une électrophorèse sur papier.

Cette UE traite principalement de la structure et des propriétés physico-chimiques des acides aminés. Elle débute avec des rappels de chimie, notamment sur le pH et les solutions tampons.

• Rappels de chimie :

Expression de la concentration (pondérale, molaire, force ionique, densité)
L’eau, le pH et les solutions tampon.

• Structure et propriétés des acides aminés :

Les acides aminés, définition, ionisation, propriétés physico-chimiques.
Techniques de séparation et de dosage des acides aminés.

• Travaux Pratiques (1 séance de 3 heures) :

• Méthodologiques :

Manipuler des données chiffrées (réaliser des calculs de volume équivalent, de dilution, de pH…)
Suivre un protocole expérimental.
Tracer et interpréter une courbe de titrage.
Savoir calculer des dilutions.
Rédiger un compte rendu scientifique.

• Techniques :

Manipuler avec précision et en respectant les règles de sécurité du laboratoire.
Réaliser un dosage spectrophotométrique.
Réaliser une extraction et un dosage d’ADN.

Cette UE fait suite et complète l'UE "BCH2A02L+ Chimie et biochimie des protéines", et traite principalement de la structure et des propriétés physico-chimiques de deux grandes classes de molécules organiques, les protéines et les acides nucléiques.

• Structure et propriétés des protéines :

La liaison peptidique.
Les protéines et leur structure tridimensionnelle
Rôles biologiques.
Techniques de séparation et de dosage.

• Structure des nucléotides et des acides nucléiques :

Les nucléotides, les coenzymes.
Structure de l’ADN et de l’ARN.
Rôles biologiques.
Techniques de séparation et de dosage.

• Travaux Pratiques (1 séance de 3 heures) :

Mobiliser les concepts et les outils de biochimie dans le cadre des problématiques des sciences du vivant, en particulier dans le domaine du métabolisme cellulaire et tissulaire.

Cette UE obligatoire de la licence de Biochimie a pour but de donner une formation de base solide en biologie moléculaire et de familiariser l'étudiant avec les méthodes et techniques utilisées dans ce domaine.

Biologie moléculaire des procaryotes :

• L’ADN support de l’information génétique : transformation, conjugaison, transduction, lysogénie, transposons, phages mutateurs.
• La réplication de l’ADN.
• L’expression du programme génétique: transcription, traduction.

Le génie génétique:

• les outils enzymatiques du génie génétique
• les systèmes hôtes-vecteurs
• l’hybridation moléculaire, sondes et marquage de l'ADN

• analyse du génome et de ses modifications, amplification génique : les banques, amplification sélective in vitro, détermination de la séquence d'un acide nucléique, analyse de l’expression des gènes, modification du matériel génétique.

COURS :

1. Analyse approfondie de l'équation de Michaelis-Menten dans l'hypothèse de l'équilibre et de l'état stationnaire.

2. Fixation d'un ligand sur des sites (n) indépendants et équivalents, détermination graphique (Représentation de Scatchard) de n et de la constante de dissociation (Kd). Méthodes d'ajustement non linéaires

4. Etude des réactions enzymatiques à deux substrats (hypothèse de l’équilibre). Démonstration des équations de vitesses correspondantes aux mécanismes séquentiels et substitué. Analyse des équations correspondantes aux modes de représentations linéaires pour la détermination des paramètres cinétiques.

TRAVAUX DIRIGES :

TRAVAUX PRATIQUES :

• Annotation de séquences de protéines.
• Design de peptides antigéniques
• Maitrise de ChimeraX

Avoir suivi les enseignements de l'UE « Biologie Moléculaire 1 : Biologie Moléculaire des Procaryotes » ou une formation jugée équivalente.

Objectifs pédagogiques :

L'objectif de l'UE est de présenter , à travers des exemples choisis, les bases moléculaires du contrôle de l'expression génique chez les organismes procaryotes et eucaryotes.

Thèmes abordés

Le contenu pédagogique sera organisé en deux axes :

• Régulation génique chez les procaryotes : 
  - Définition des notions de contrôle positif et négatif.
  - Régulation par le biais de réarrangements génomiques
  - Contrôle transcriptionnel de l'expression génique : induction de l'opéron lactose, répression de l'opéron tryptophane, 
  - Contrôle du couplage transcription/traduction : atténuation de l'opéron tryptophane
  - Contrôle traductionnel de l'expression génique : régulation autogénique de la synthèse des protéines ribosomiques et des aminoacyl-tRNA synthétases, régulation de la synthèse des porines par des ARNs antisens
  - Un exemple intégré : contrôle des cycles lytique/lysogénique du phage lambda

• Régulation génique chez les eucaryotes :
  - Structure de l'ADN et régulation :  chromatine et contrôle de l’expression génique, modifications structurales de l’ADN et régulation de l’expression du génome, organisation du génome (séquences répétées, …)
  - Promoteur eucaryote : complexe initiateur de la transcription, les facteurs de transcription, notion d'enhancers et silencers
  - Maturation de l'ARN: RNA editing, transport nucléo-cytoplasmique, polyadénylation, épissage, épissage alternatif, sites de polyadénylation alternatifs
  - Contrôle au niveau traductionnel: contrôle global de l'initiation de la traduction, IRES, miRNA
  - Un exemple intégré : Le cycle cellulaire: les cyclines mitotiques, les complexes cdk/cyclines et leur succession au cours du cycle, contrôle de la demi-vie des cyclines, les inhibiteurs des cdk (p21 waf1, p16…), contrôle de l'expression des cdks et des cyclines au niveau transcriptionnel, la protéine du rétinoblastone et le contrôle de l'expression de cdc2, le facteur de transcription E2F-1
  
  

Techniques mises en œuvre lors des travaux pratiques

Stage de 3 jours consécutifs: Etude du promoteur de la T7 ARN polymérase

Clonage du gène rapporteur GFP dans un vecteur pET28a wt ou muté sur le promoteur. Transformation et sélection des bactéries recombinantes. Induction de l’expression de la GFP. Lecture de la fluorescence des bactéries sur un lecteur de plaque

Modalités pédagogiques 

La partie du cours sur le cycle cellulaire se fait en classe inversée.
La préparation du stage de TP se fait sous forme d’un projet à réaliser en autonomie.
Les TD sont basés sur l’exploitation de résultats issus de publications. 

- Connaissance de la structure des biomolécules et des bases de l'enzymologie

- Connaissance de la composition des aliments

- Construction de la qualité des aliments : connaissance de l'effet des opérations unitaires les plus courantes sur les constituants de l'aliment

Compétences techniques

- Règles de travail en atelier agro-alimentaire (hygiène du personnel et des équipements)

- Analyser la composition des aliments dans un objectif  de contrôle qualité

PRESENTATION DES METIERS DU SECTEUR AGRO-ALIMENTAIRE ET DES PARCOURS POUR Y ACCEDER : Intervention du Délégué Régional de l'APECITA (1 h 30)

COURS

1-L’eau dans les systèmes alimentaires

Notion d’activité de l’eau, Séchage, Congélation (nucléation et croissance des cristaux de glace)

2- Les protéines alimentaires (animales et végétales)

Propriétés nutritionnelles et techno-fonctionnelles

3- Les graisses alimentaires

Purification et traitements de modification des huiles végétales

Propriétés nutritionnelles

Propriétés physiques (propriétés de fusion, stabilité thermique et vis à vis de l’oxydation, polymorphisme cristallin)

4- Les sucres simples et les édulcorants

Sucres simples: notion de pouvoir sucrant, propriétés réductrices des sucres

Edulcorants: édulcorants intenses, édulcorants de charges

TRAVAUX PRATIQUES :

 2 journées dans la halle technologique de l'IUT Lyon 1 sur le technopole Alimentec à Bourg-en-Bresse (le transport en car des étudiants est organisé)

-1 séance de TP d’1 journée en atelier agro-alimentaire

Découverte du travail en atelier agro-alimentaire (EPI, règles d'hygiène)

Formulation d’un fromage blanc aux fruits (analyses de composition des matières premières et du produit obtenu par des méthodes d’analyse rapides en atelier, mélange des ingrédients et conditionnement des produits finis)

Mise en œuvre d’un pilote semi-industriel de pasteurisation (application : pasteurisation haute du lait)

-1 séance de TP de biochimie alimentaire en laboratoire d’analyses

Analyse de produits laitiers (acidité Dornic du lait, détermination de la matière grasse du lait et de la crème (méthode acido-butyromètrique), test des activités des enzymes endogènes et microbiennes du lait en lien avec les traitements thermiques et la charge microbienne)

Atelier sur la coagulation acide et enzymatique (présure) du lait (aptitude des laits à la coagulation en fonction des traitements thermiques subis et du pH, analyse de la taille et de la charge des micelles de caséine, suivi en ligne de la coagulation enzymatique à l'aide d'un coagulomètre de type Formagraph)

Développer des notions pratiques complémentaires de celles dispensées dans les autres unités d’enseignement. Cette UE est fortement recommandée aux étudiants souhaitant perfectionner leur formation pratique et se confronter à d'autres techniques et problématiques de biochimie.

  Applications: dosage d’éléments, protéines, acides nucléiques, substrats et produits, caractérisation de la structure secondaire et tertiaire des protéines.

Cette UE a pour but de montrer comment les évènements moléculaires sous tendant diverses pathologies humaines peuvent être étudiés. 

Plusieurs exemples (maladies neurodégénératives, cancer, ... ) seront présentés pour lesquels de nombreuses approches expérimentales ont permis d'accumuler des connaissances complémentaires critiques pour la compréhension des pathologies, leur diagnostic et pour la mise au point de moyens permettant de les soigner ou d'en limiter les conséquences.

Cette UE stage, ouverte au semestre de printemps, est accessible aux étudiants ayant suivi les  enseignements de semestre 5 de la licence de biochimie. Elle est à associer à une UE TrIP (UE Transversales Insertion Professionnelle) à 3 ECTS compatible avec l'UE stage.

L'inscription à BCH3024+ est soumise à la validation du sujet et du terrain d'accueil du stage par le responsable de l'UE, et à l'établissement d'une convention de stage.

Objectifs pédagogiques :

Donner aux étudiants les bases nécessaires pour comprendre, traiter et interpréter les interactions entre protéines et molécules du vivant.

Thèmes abordés :

Rappels sur les protéines et les interactions :

Rappels sur les propriétés physicochimiques des acides aminés et des protéines (avec un rappel sur leur structure primaire, secondaire, tertiaire et quaternaire) permettant de présenter les différents types d’interactions faibles intermoléculaires (liaison H, liaisons ioniques, liaisons de Van der Waals). Quelques exemples d’interactions protéine/protéine et protéine/acide nucléique seront présentés afin d’illustrer ces notions.

Analyse quantitative :

Rappel sur la fonction de saturation et la représentation de Scatchard. Méthode de détermination des constantes de dissociation (Approches linéaires et non-linéaires). Comprendre l'IC50 dans les différents mécanismes d'inhibition. Détermination de KI.

Partie  structurale  :

Bases moléculaires des interactions : étudier et analyser les interactions au sein de complexes protéine-ligand, protéine-protéine, protéine-acide nucléique à l’échelle atomique par des approches de biologie structurale telles que la cristallographie aux rayons X, la RMN et la cryo-microscopie électronique. Pour chaque approche seront présentés de façon succincte les bases théoriques, les principales étapes et les avantages/désavantages inhérents à chaque technique. Les champs d’application de la biologie structurale pour déterminer et comprendre les réseaux d’interactions protéiques seront ensuite abordés par le biais d’exemples.

Méthodes d’analyses :

Bases théoriques des méthodes de caractérisation des interactions protéine/protéine. Les techniques telles que le CD (Dichroïsme Circulaire), la fluorescence (marquage, stabilité par TSA (Thermal Shift Assay), anisotropie…), la résonance plasmonique de surface (Surface Plasmon Resonance/Biacore), la calorimétrie isotherme à titrage (ITC : Isothermal Titration Calorimetry), le MST (MicroScale Thermophoresis), la NanoDSF (Differential Scanning Fluorimetry) seront introduites et détaillées. Ces méthodes d’analyses biophysiques seront illustrées par des exemples concrets de caractérisation des interactions protéine/protéine.